PVDF Membrane, 0.22 μm
| 规格 | 价格 | 货期 | 数量 |
|---|---|---|---|
| 1roll(30 cm x 300 cm) | ￥1890.00 | 现货 | |
| 20sheets(6.6 cm x 8.5 cm) | ￥387.00 | 现货 | |
| 100sheets(6.6 cm x 8.5 cm) | ￥1395.00 | 现货 |
特色产品
- 适用于流式细胞仪和荧光显微镜检测
- 准确区分活细胞/凋亡细胞/坏死细胞
- 用于免疫印迹和质谱分析等后续操作
- 适用于30 KDa-130 KDa大小的蛋白
- 对细胞无毒性
- 步骤更简单，无需有机溶剂
- 可将信号灵敏度提高100倍
- 同时保持稳定的特异性和分辨率
- 提供更高的转录效率并抑制免疫激活
- 使用5-moUTP和Cy5-utp修饰
- 优异的扩增效率、可重复性和稳定性
- 卓越的灵敏度和准确性，操作简单
- 优化的缓冲液和T7 RNA聚合酶混合物
- 20 μL反应体系可获得更高的RNA产量
产品描述
聚偏二氟乙烯（polyvinylidene fluoride，PVDF）膜是目前蛋白质印迹（Western blot）中常用的一种固相支持物。PVDF膜具有较强的疏水性，机械强度高，化学稳定性好，可耐受多种有机溶剂及一定范围内的酸碱条件，适合蛋白转膜以及后续多次抗体剥离（stripping）与反复检测（reprobing）实验。PVDF膜的一般蛋白结合能力约为 0.15–0.20 mg/cm²（不同品牌和型号略有差异），通常高于硝酸纤维素（NC）膜，可提供更高的蛋白保留率和检测灵敏度。PVDF膜常用于蛋白转印、氨基酸分析、糖蛋白显色以及狭缝印迹（Slot blot）等实验。
由于PVDF膜为疏水性材质，干燥状态下其微孔内充满空气，阻碍水性转膜缓冲液进入，因此使用前需经甲醇或乙醇等低表面张力有机溶剂进行活化处理。醇类溶剂可取代微孔中的空气，使膜由不透明变为半透明，提示已被充分浸润。随后用水冲洗以去除残余醇类，并将膜置于转膜缓冲液中平衡。在电转移过程中，蛋白质在电场驱动下从凝胶迁移至PVDF膜表面，并通过其疏水区域与PVDF骨架之间的疏水相互作用，以及其他非共价作用力（如范德华力、氢键等）被牢固吸附，从而实现蛋白从凝胶到膜载体的高效转移与固定。
该膜提供0.22 μm和0.45 μm两种孔径规格，分别适用于<20 kDa的小分子蛋白和>20 kDa的常规蛋白检测，前者内部表面积约为后者的三倍，对小分子蛋白截留率更高、结合更牢固，但背景可能会稍高。
产品特点
高蛋白结合能力，高灵敏度
机械强度高，可多次再生检测
高蛋白结合能力，高灵敏度
背景低，信噪比高
能耐受大多数有机溶剂、酸和弱碱
批内批次间稳定、一致性高
适用化学发光、常规显色、同位素，但不适合荧光
可用于Western、Southern和Northern 印迹
多种孔径以供选择：0.45 μm和0.22 μm膜
需提前在50%（v/v）或更高浓度的醇溶液中需预处理
产品性质
| 产品有效期 | 2年 |
| 存储条件 | 室温 |
| 运输条件 | 常温 |
操作说明
常见问题
Western Blot实验中，应该选NC膜还是PVDF膜？
答：取决于实验需求。NC膜适合常规一次性检测，操作简便（无需甲醇活化）、背景干净、价格较低，适合绝大多数常规Western Blot。PVDF膜适合需要更高灵敏度、低丰度蛋白检测、疏水性蛋白（如膜蛋白）检测，以及需要进行多次抗体剥离与重孵育的实验。PVDF膜蛋白结合能力更强（150–160 μg/cm² vs NC膜的80–100 μg/cm²），结合强度约为NC膜的6倍，但价格较高且需甲醇活化。
NC膜可以用于多次剥离（stripping）和重孵育（reprobing）吗？
答：不推荐。 NC膜机械强度低、化学耐受性差，剥离缓冲液中的强变性剂（如SDS、β-巯基乙醇）可能导致NC膜碎裂或蛋白大量脱落。即便成功剥离，NC膜在多次洗脱后信号衰减极为严重。如需进行多次剥离和重孵育实验，强烈建议选择PVDF膜。
0.45 μm和0.2 μm的膜有什么区别？
答：主要区别在于膜孔径和适用蛋白分子量范围。0.45 μm为标准孔径，适用于绝大多数常规Western Blot，推荐用于分子量>20 kDa的蛋白。0.2 μm孔径更小，内部表面积约为0.45 μm膜的三倍，对小分子蛋白截留率更高、结合更牢固，推荐用于分子量<20 kDa的小分子蛋白检测。此外，0.2 μm膜对小分子多肽和低丰度小蛋白的保留效果明显优于0.45 μm膜。
0.45 μm 孔径的膜是否可用于核酸检测（Southern / Northern blot）？
答：可以。NC膜是Southern和Northern blot的经典、常用载体，一般选用0.45 μm孔径即可满足大多数核酸检测需求。PVDF膜也可以用于核酸转印和检测，但由于其为疏水性材质，使用前需经甲醇等有机溶剂预活化、再用水和转膜缓冲液平衡，操作相对NC膜更为繁琐，因此在核酸检测中NC膜应用更为普遍。对于常规长度的DNA/RNA探针和片段，0.45 μm孔径足以实现有效截留，通常无需使用0.2 μm孔径。仅在检测 非常短的小片段核酸（如< 200 bp） 时，才建议考虑使用0.2 μm孔径膜以提高截留效率。
转印后无信号或信号弱，是什么原因？
答：最可能的原因是蛋白未有效转出。请检查电流/电压设置是否正确，可适当延长转印时间，并确保凝胶与膜之间接触良好、无气泡残留。此外，也需确认转膜缓冲液配制是否正确（如甲醇浓度是否过高）、目标蛋白分子量是否过大（大蛋白需延长转印时间）。
转印后背景过高，如何解决？
答：背景过高通常由封闭不充分或抗体浓度过高引起。建议延长封闭时间（室温1小时或4°C过夜），降低一抗或二抗的工作浓度，并增加洗涤次数（如将TBST洗涤从3次增至5次，每次延长至10分钟）。同时，确保封闭液与抗体稀释液使用一致（如均用5%脱脂牛奶或BSA）。
转印膜上出现气泡状斑点，是什么原因？
答：这是由于转印夹层装配时各层之间有气泡残留所致。建议在组装“三明治”结构时，每放置一层后用玻璃棒或滚轮轻轻碾压，彻底排尽气泡，尤其注意凝胶与膜之间的界面。
膜活化后仍有白色斑点，是怎么回事？
答：表明甲醇浸润不充分，膜上存在未被浸湿的干燥区域。这些区域无法被转膜缓冲液浸润，蛋白无法结合，会导致局部转印失败。建议确保整张膜完全浸入足量甲醇中并适当晃动，待膜由不透明均匀变为半透明后方可进行下一步。
膜干燥后难以再浸润，怎么办？
答：PVDF膜完全脱水后会恢复疏水状态，难以被水性缓冲液浸润。可按标准活化步骤重新处理（甲醇浸润→水洗→缓冲液平衡），但已结合的蛋白可能会有部分损失，信号强度可能减弱。建议转印完成后始终保持膜湿润，或在使用前再进行裁剪和活化处理。
PVDF膜上出现指纹印迹，背景中呈现指纹状的污渍，怎么避免？
答：这是手部油脂或蛋白污染膜表面所致。PVDF膜蛋白结合能力极强，手指接触后油脂会阻断蛋白结合和抗体孵育，在后续显影时呈现指纹状背景。务必全程佩戴干净手套，使用镊子夹取膜边角，避免直接接触膜的蛋白结合区域。如已污染，无法修复，需重新转印。
PVDF膜和NC膜在转印后分别如何进行封闭？有无区别？
答：两者的封闭原则基本相同，但PVDF膜需确保在封闭前始终保持湿润。常用封闭液为含5%脱脂牛奶或3% BSA的TBST/PBST，室温封闭1小时或4°C过夜。一般而言：① 检测磷酸化蛋白时推荐使用BSA封闭（因牛奶中含有磷酸酶及酪蛋白，可能干扰磷酸化检测）；② 检测生物素标记蛋白时也推荐BSA封闭（牛奶含生物素）；③ 脱脂牛奶成本低且适用大多数常规检测。
PVDF膜转印后，能否直接进行丽春红（Ponceau S）染色验证转印效率？
答：可以。丽春红染色是一种简单快速的可逆染色方法，常用于验证蛋白是否成功转印到膜上。操作步骤：将膜浸入丽春红染色液中，室温染色1–5分钟，待红色条带清晰可见后用去离子水或PBST漂洗脱色。注意：① 丽春红染色不影响后续抗体孵育；② 染色后需用TBST/PBST充分洗涤至背景无色再进行封闭；③ PVDF膜染色后可用去离子水多次漂洗完全脱色。
NC膜能否像PVDF膜一样进行剥离和重孵育？
答：不推荐。NC膜机械强度低、化学耐受性差，剥离缓冲液中的强变性剂（如SDS、β-巯基乙醇）可能导致NC膜碎裂或蛋白大量脱落。即便剥离成功，NC膜在多次洗脱后信号衰减极为严重。如需进行多次剥离和重孵育实验，建议优先选择PVDF膜。
沪公网安备 31011002003500